МОДИФИКАЦИЯ ВНЕКЛЕТОЧНОГО МАТРИКСА МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТРОМАЛЬНЫХ КЛЕТОК ПУПОЧНОГО КАНАТИКА ПРИ ДЛИТЕЛЬНОМ МОДЕЛИРОВАНИИ ЭФФЕКТОВ МИКРОГРАВИТАЦИИ

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Известно, что микрогравитация приводит к существенным изменениям в функционировании физиологических систем человека. Механиз чувствительные клетки in vitro также адаптируются к микрогравитации, демонстрируя перестройку элементов цитокслета и функциональной активности. На культивируемых мультипотентных мезенхимальных стромальных клетках ткани пупочного канатика изучено влияние длительной микрогравитации, моделируемой на приборе рандомизации положения Gravite®. После 21 суток экспозиции клетки сохраняли высокую жизнеспособность и характерный стромальный фенотип. На их поверхности увеличивалась экспрессия маркеров CD90 и CD105, вовлеченных в адгезию «клетка–клетка» и «клетка–матрикс». Изменялся цитокиновый профиль, возрастала концентрация плейотропных цитокинов MCP-3, GM-CSF и PDGF-AA, потенцирующих активность металлопротеиназ. Экспрессия генов, кодирующих матриксную металлопротеиназу MMPI и остеокальцин, увеличивалась, а остеопонтин – снижалась. Основные белки внеклеточного матрикса – фибронектин, коллаген и остеопонтин – визуализировались в обеих экспериментальных группах, коллаген – более выраженно при микрогравитации. Описанные изменения свидетельствуют об адаптивном изменении локального микроокружения и ремоделировании внеклеточного матрикса в ответ на длительное воздействие моделируемой микрогравитации на фоне сохранения функциональной активности мезенхимальных стромальных клеток.

Об авторах

А. Н Горностаева

Государственный научный центр Российской Федерации — Институт медико-биологических проблем РАН

Email: HindIII@yandex.ru
Москва, Россия

Ю. А Романов

Национальный медицинский исследовательский центр кардиологии имени академика Е.И. Чазова МЗ РФ; ООО «КриоЛентр»

Москва, Россия; Москва, Россия

Л. Б Буравкова

Государственный научный центр Российской Федерации — Институт медико-биологических проблем РАН

Москва, Россия

Список литературы

  1. Ruggiu A. and Cancedda R. Bone mechanobiology, gravity and tissue engineering: effects and insights: Bone mechanobiology and tissue engineering. J. Tissue Eng Re_gen Med., 9 (12), 1339–1351 (2015). doi: 10.1002/term.1942
  2. Ragelle H., Naba A., Larson B. L., Zhou F., Prijić M., Whittaker C. A., Rosario A. D., Langer R., Hynes R. O., and Anderson D. G. Comprehensive proteomic characterization of stem cell-derived extracellular matrices. Bio_materials, 128, 147–159 (2017). doi: 10.1016/j.biomaterials.2017.03.008
  3. Andreeva E., Matveeva D., Zhidkova O., Zhivodernikov I., Kotov O., and Buravkova L. Real and simulated microgravity: focus on mammalian extracellular matrix. Life (Basel), 12 (9), 1343 (2022). doi: 10.3390/life12091343
  4. Buravkova L., Larina I., Andreeva E., and Grigoriev A. Microgravity effects on the matrisome. Cells, 10 (9), 2226 (2021). doi: 10.3390/cells10092226
  5. Van Loon J. J. W. A. Some history and use of the random positioning machine, RPM, in gravity related research. Adv. Space Res., 39 (7), 1161–1165 (2007). doi: 10.1016/j.asr.2007.02.016
  6. Buken C., Sahana J., Corydon T. J., Melnik D., Bauer J., Wehland M., Kruger M., Baik S., Abuagela N., Infanger M., and Grimm D. Morphological and molecular changes in juvenile normal human fibroblasts exposed to simulated microgravity. Sci. Rep., 9 (1), 11882 (2019). doi: 10.1038/s41598-019-48378-9
  7. Ebnerasuly F., Hajebrahimi Z., Tabaie S. M., and Darbouy M. Simulated microgravity condition alters the gene expression of some ECM and adhesive molecules in adipose-derived stem cells. Int. J. Mol. Cell. Med., 7 (3), 146 (2018). doi: 10.22088/IJMCM.BUMS.7.3.146
  8. Живодерников И. В., Ратушный А. Ю., Матвеева Д. К. и Буравкова Л. Е. Белки внеклеточного матрикса и транскрипция линейно-ассоциированных генов в мезенхимных стромальных клетках при моделировании эффектов микроравитации. Бюл. эксперимент. биологии и медицины, 170 (8), 201–204 (2020).
  9. Romanov Yu. A., Balashova E. E., Volejna N. E., Kabaeva N. V., Dugina T. N., and Sukhikh G. T. Isolation of multipotent mesenchymal stromal cells from cryopreserved human umbilical cord tissue. Bull. Exp. Biol. Med., 160 (4), 530–534 (2016). doi: 10.1007/s10517-016-3213-9
  10. Imura T., Nakagawa K., Kawahara Y., and Yuge L. Stem cell culture in microgravity and its application in cell-based therapy. Stem Cells Devel., 27 (18), 1298–1302 (2018). doi: 10.1089/scd.2017.0298
  11. Livak K. J. and Schmittegen T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta CT) method. Methods, 25 (4), 402–408 (2001). doi: 10.1006/meth.2001.1262
  12. Halper J. and Kjaer M. Basic components of connective tissues and extracellular matrix: elastin, fibrillin, fibulins, fibrinogen, fibronectin, laminin, tenascins and thrombo-spondins. Progr. Herit. Soft Connective Tissue Dis., 802, 31–47 (2014). doi: 10.1007/978-94-007-7893-1_3
  13. Morandi E. M., Verstappen R., Zwierzina M. E., Geley S., Pierer G., and Ploner C. ITGAV and ITGA5 diversely regulate proliferation and adipogenic differentiation of human adipose derived stem cells. Sci. Rep., 6 (1), 28889 (2016). doi: 10.1038/srep28889
  14. Hynes R. O. Integrins: bidirectional, allosteric signaling machines. Cell, 110 (6), 673–687 (2002). doi: 10.1016/S0092-8674(02)00971-6
  15. Levi B., Wan D. C., Glotzbach J. P., Hyun J., Januszyk M., Montoro D., Sorkin M., James A. W., Nelson E. R., Li S., Quarto N., Lee M., Gurtner G. C., and Longaker M. T. CD105 protein depletion enhances human adipose-derived stromal cell osteogenesis through reduction of transforming growth factor β1 (TGF-β1) Signaling. J. Biol. Chem., 286 (45), 39497–39509 (2011). doi: 10.1074/jbc.M111.256529
  16. Li C. G., Wilson P. B., Bernabeu C., Raab U., Wang J. M., and Kumar S. Immunodetection and characterisation of soluble CD105-TGFβ complexes. J. Immunol. Methods, 218 (1–2), 85–93 (1998). doi: 10.1016/S0022-1759(98)00118-5
  17. Kisselbach L., Merges M., Bossie A., and Boyd A. CD90 Expression on human primary cells and elimination of contaminating fibroblasts from cell cultures. Cytotechnology, 59 (1), 31–44 (2009). doi: 10.1007/s10616-009-9190-3
  18. Rege T. A. and Hagood J. S. Thy -I as a regulator of cell-cell and cell-matrix interactions in axon regeneration, apoptosis, adhesion, migration, cancer, and fibrosis. FASEB J., 20 (8), 1045–1054 (2006). doi: 10.1096/fj.05-5460rev
  19. Pao S. I., Chien K. H., Lin H. T., Tai M. C., Chen J. T., and Liang C. M. Effect of microgravity on the mesenchymal stem cell characteristics of limbal fibroblasts. J. Chinese Med. Association, 80 (9), 595–607 (2017). doi: 10.1016/j.jcma.2017.01.008
  20. Yuge L., Kajiume T., Tahara H., Kawahara Y., Umeda C., Yoshimoto R., Shu-Liang Wu., Yamaoka K., Asashima M., Kataoka K., and Ide T. Microgravity potentiates stem cell proliferation while sustaining the capability of differentiation. Stem Cells Dev., 15 (6), 921–929 (2006). doi: 10.1089/scd.2006.15.921
  21. De Laporte L., Rice J. J., Tortelli F., Hubbell J. A. Tenascin C promiscuously binds growth factors via its fifth fibronectin type III-like domain. PloS One, 8 (4), e62076 (2013). doi: 10.1371/journal.pone.0062076
  22. Hinz B. The extracellular matrix and transforming growth factor-β1: Tale of a strained relationship. Matrix Biol., 47, 54–65 (2015). doi: 10.1016/j.matbio.2015.05.006
  23. Marzeda A. M. and Midwood K. S. Internal affairs: Tenascin-C as a clinically relevant, endogenous driver of innate immunity. J. Histochem. Cytochem., 66 (4), 289–304 (2018). doi: 10.1369/0022155418757443
  24. Furmento V. A., Marino J., Blank V. C., and Roguin L. P. The granulocyte colony-stimulating factor (G-CSF) up-regulates metalloproteinase-2 and VEGF through PI3K/Akt and Erk1/2 activation in human trophoblast Swan 71 cells. Placenta, 35 (11), 937–946 (2014). doi: 10.1016/j.placenta.2014.09.003
  25. Ponte A. L., Ribeiro-Fleury T., Chabot V., Gouilleux F., Langonne A., Hérault O., Charbord P., and Domenech J. Granulocyte-colony-stimulating factor stimulation of bone marrow mesenchymal stromal cells promotes CD34+ cell migration via a matrix metalloproteinase-2-dependent mechanism. Stem Cells Devel., 21 (17), 3162–3172 (2012). doi: 10.1089/scd.2012.0048
  26. Kohan M., Puxeddu I., Reich R., Levi-Schaffer F., and Berkman N. Eotaxin-2/CCL24 and eotaxin-3/CCL26 exert differential proffibrogenic effects on human lung fibroblasts. Annals of Allergy, Asthma & Immunology, 104 (1), 66–72 (2010). doi: 10.1016/j.anai.2009.11.003
  27. Pufe T., Harde V., Petersen W., Goldring M. B., Tillmann B., and Mentlein R. Vascular endothelial growth factor (VEGF) induces matrix metalloproteinase expression in immortalized chondrocytes. J. Pathol., 202 (3), 367–374 (2004). doi: 10.1002/path.1527
  28. Yang H. W., Park J. H., Jo M. S., Shin J. M., Kim D., and Park I. H. Eosinophil-derived osteopontin induces the expression of pro-inflammatory mediators and stimulates extracellular matrix production in nasal fibroblasts: The role of osteopontin in eosinophilic chronic rhinosinusitis. Front. Immunol., 13, 777928 (2022). doi: 10.3389/fimmu.2022.777928
  29. Ong V. H., Carulli M. T., Xu S., Khan K., Lindahl G., Abraham D. J., and Denton C. P. Cross-talk between MCP-3 and TGFβ promotes fibroblast collagen biosynthesis. Exp. Cell Res., 315 (2), 151–161 (2009). doi: 10.1016/j.yexcr.2008.11.001
  30. Ong V. H., Evans L. A., Shiwen X., Fisher I. B., Rajkumar V., Abraham D. J., Black C. M., and Denton C. P. Monocyte chemoattractant protein 3 as a mediator of fibrosis: Overexpression in systemic sclerosis and the type 1 tight-skin mouse. Arthritis & Rheumatism, 48 (7), 1979–1991 (2003). doi: 10.1002/art.11164
  31. Shan L., Wang F., Zhai D., Meng X., Liu J., and Lv X. Matrix metalloproteinases induce extracellular matrix degradation through various pathways to alleviate hepatic fibrosis. Biomed. Pharmacother., 161, 114472 (2023). doi: 10.1016/j.biopha.2023.114472
  32. McQuibban G. A., Gong J. H., Wong J. P., Wallace J. L., Clark-Lewis I., and Overall C. M. Matrix metalloproteinase processing of monocyte chemoattractant proteins generates CC chemokine receptor antagonists with anti-inflammatory properties in vivo. Blood, 100 (4), 1160–1167 (2002). doi: 10.1182/blood.V100.4.1160.h81602001160_1160_1167
  33. Plenz G., Eschert H., Beissert S., Arps V., Sindermann J. R., Robenek H., and Volker W. Alterations in the vascular extracellular matrix of granulocyte macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF)-deficient mice. FASEB J., 17 (11), 1451–1457 (2003). doi: 10.1096/fj.02-1035com
  34. Rubbia-Brandt L., Sappino A. P., and Gabbiani G. Locally applied GM-CSF induces the accumulation of α-smooth muscle actin containing myofibroblasts. Virchows Archiv B Cell Pathol., 60 (1), 73–82 (1991). doi: 10.1007/BF02899530
  35. Gutschalk C. M., Yanamandra A. K., Linde N., Meides A., Depner S., and Mueller M. M. GM-CSF enhances tumor invasion by elevated MMP-2, -9, and -26 expression. Cancer Med., 2 (9), 117–129 (2013). doi: 10.1002/cam4.20
  36. Geremias A. T., Carvalho M. A., Borojevic R., and Monteiro A. N. TGF β1 and PDGF AA override collagen type I inhibition of proliferation in human liver connective tissue cells. BMC Gastroenterol., 4 (1), 30 (2004). doi: 10.1186/1471-230X-4-30
  37. Somasundaram R., and Schuppan D. Type I, II, III, IV, V, and VI collagens serve as extracellular ligands for the isoforms of platelet-derived growth factor (AA, BB, and AB). J. Biol. Chem., 271 (43), 26884–26891 (1996). doi: 10.1074/jbc.271.43.26884
  38. Huang P., Russell A. L., Lefavor R., Durand N. C., James E., Harvey L., Zhang C., Countryman S., Stodieck L., and Zubair A. C. Feasibility, potency, and safety of growing human mesenchymal stem cells in space for clinical application. Microgravity, 6 (1), 1–12 (2020). doi: 10.1038/s41526-020-0106-z
  39. Живодерников И. В., Ратушный А. Ю. и Буравкова Л. Б. Секреторная активность мезенхимных стромальных клеток разной степени коммитирования при моделировании эффектов микротравматики. Клеточные технологии в биологии и медицине, 4, 272–277 (2020). doi: 10.47056/1814-3490-2020-4-272-277
  40. Bucaro M. A., Zahm A. M., Risbud M. V., Ayaswamy P. S., Mukundakrishnan K., Steinbeck M. J., Shapiro I. M., and Adams C. S. The effect of simulated microgravity on osteoblasts is independent of the induction of apoptosis. J. Cell Biochem., 102 (2), 483–495 (2007). doi: 10.1002/jcb.21310
  41. Zayzadoon M., Gathings W. E., and McDonald J. M. Modeled microgravity inhibits osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells and increases adipogenesis. Endocrinology, 145 (5), 2421–2432 (2004). doi: 10.1210/en.2003-1156
  42. Ontiveros C. and McCabe L. R. Simulated microgravity suppresses osteoblast phenotype, Runx2 levels and AP-1 transactivation. J. Cell Biochem., 88 (3), 427–437 (2003). doi: 10.1002/jcb.10410
  43. Hu L. F., Qian J. B., Wang F., and Shang P. Mineralization initiation of MC3T3-E1 preosteoblast is suppressed under simulated microgravity condition. Cell Biol. Int., 39 (4), 364–372 (2015). doi: 10.1002/cbin.10391
  44. Mann V., Grimm D., Corydon T. J., Krüger M., Wehland M., Riwald S., Sahana J., Kopp S., Bauer J., Reseland J. E., Infanger M., Lian A. M., Okoro E., and Sundaresan A. Changes in human foetal osteoblasts exposed to the random positioning machine and bone construct tissue engineering. Int. J. Mol. Sci., 20 (6), 1357 (2019). doi: 10.3390/ijms20061357
  45. Naderi M. S., Hajebrahimi Z., Ebnerasuly F., and Tabale S. M. Expression profiling of matrix metalloproteinase in adipose-derived stem cells under simulated microgravity condition. Health Biotechnol. Biopharma, 2 (4), 32–39 (2019). doi: 10.22034/HBB.2019.04
  46. Ranieri D., Proietti S., Dinicola S., Masiello M. G., Rosato B., Ricci G., Cucina A., Catizone A., Bizzarri M., and Torrisi M. R. Simulated microgravity triggers epithelial mesenchymal transition in human keratinocytes. Sci. Rep., 7 (1), 538 (2017). doi: 10.1038/s41598-017-00602-0
  47. Giachelli C. M. and Steitz S. Osteopontin: a versatile regulator of inflammation and biomineralization. Matrix Biol., 19 (7), 615–622 (2000). doi: 10.1016/S0945-053X(00)00108-6
  48. Rangaswami H., Bulbulc A., and Kundu G. C. Osteopontin: role in cell signaling and cancer progression. Trends Cell Biol., 16 (2), 79–87 (2006). doi: 10.1016/j.tcb.2005.12.005

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025