Влияние ночного охлаждения растений кукурузы на про-/антиоксидантный метаболизм, фотосинтез и дыхание листьев

封面

如何引用文章

全文:

开放存取 开放存取
受限制的访问 ##reader.subscriptionAccessGranted##
受限制的访问 订阅存取

详细

Исследовали влияние низкой положительной температуры на функциональные показатели листьев раннеспелого гибрида кукурузы Уральский 150. Растения в фазе трех листьев экспонировали в ночные часы при 5°–6°C и возвращали днем в нормальные условия (ФАР 400 мкмоль квантов/м2с, фотопериод 12/12 ч, температура 25°–27°/23°C). Образцы листьев отбирали в течение часа после экспозиции. Максимум накопления Н2О2 отмечали после трех ночей низкотемпературного воздействия. На фоне значительного (в 3 раза) увеличения содержания Н2О2 возрастала активность ферментов, участвующих в детоксикации пероксида водорода. После семи холодных ночей содержание Н2О2 снижалось, но все еще оставалось заметно выше контрольных значений. Содержание продуктов липопероксидации изменялось в меньшей степени, чем Н2О2. Показатели фотосинтеза и дыхания больше зависели от температуры, при которой проводили измерения (25° и 6°C), чем от ночного охлаждения. При 25°C листья опытных растений мало отличались от контроля по фотохимической эффективности ФСII, скорости нетто-фотосинтеза и дыхательной способности. При 6°C отмечали существенное снижение этих показателей. Причем опытные растения сохраняли более оптимальное соотношение дыхательных путей, благодаря большей устойчивости цитохромного дыхания к снижению температуры. Спустя двое суток после прекращения холодового воздействия побеги опытных растений имели одинаковую с контрольными биомассу, но несколько отставали по развитию листовой поверхности. В целом полученные результаты свидетельствуют о способности раннеспелого гибрида кукурузы Уральский 150 акклимироваться к снижению температуры в ночные часы. Полученные данные дополняют представления о физиологических реакциях кукурузы на холодовое воздействие и могут быть использованы для оценки их холодоустойчивости.

全文:

受限制的访问

作者简介

Т. Головко

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

编辑信件的主要联系方式.
Email: golovko@ib.komisc.ru

Институт биологии

俄罗斯联邦, Сыктывкар

Е. Силина

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: golovko@ib.komisc.ru

Институт биологии

俄罗斯联邦, Сыктывкар

Р. Малышев

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: golovko@ib.komisc.ru

Институт биологии

俄罗斯联邦, Сыктывкар

М. Шелякин

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: shelyakin@ib.komisc.ru

Институт биологии

俄罗斯联邦, Сыктывкар

Г. Табаленкова

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: golovko@ib.komisc.ru

Институт биологии

俄罗斯联邦, Сыктывкар

参考

  1. Unc A., Altdorff D., Abakumov E., Adl S., Baldursson S., Bechtold M., Cattani D.J., Firbank L.G., Grand S., Guðjónsdóttir M., Kallenbach C., Kedir A.J., Li P., McKenzie D.B., Misra D. et al. Expansion of agriculture in northern cold-climate regions: a cross-sectoral perspective on opportunities and challenges // Front. Sustain. Food Syst. 2021. V. 5. P. 663448. https://doi.org/10.3389/fsufs.2021.663448
  2. Табаленкова Г.Н., Силина Е.В., Дымова О.В., Далькэ И.В., Головко Т.К. Формирование урожая и качество зеленой массы кукурузы в условиях центрального агроклиматического района Республики Коми // Аграрная наука Евро-Северо-Востока. 2021. Т. 22. C. 689–697. https://doi.org/10.30766/2072-9081.2021.22.5.689-697
  3. Головко Т.К., Далькэ И.В., Шморгунов Г.Т., Триандафилов А.Ф., Тулинов А.Г. Рост растений и продуктивность кукурузы в холодном климате // Российская с.-х. наука. 2019. № 2. С. 19–23. https://doi.org/10.31857/S2500-26272019219-23
  4. Meng A., Wen D., Zhang C. Maize Seed Germination under low-temperature stress impacts seedling growth under normal temperature by modulating photosynthesis and antioxidant metabolism // Front. Plant Sci. 2022. V. 13. P. 843033. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.843033
  5. Zhou X., Muhammad I., Lan H., Xia C. Recent advances in the analysis of cold tolerance in maize // Front. Plant Sci. 2022. V. 13. P. 866034. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.866034
  6. Long S.P., East T.M., Baker N.R. Chilling damage to photosynthesis in young Zea mayz L. Effects of light and temperature variation on photosynthetic СO2 assimilation // J. Exp. Bot. 1983. V. 4. P. 177–188. https://doi.org/10.1093/jxb/34.2.177
  7. Hussain H.A., Shengnan M., Hussain S., Ashraf U., Zhang Q., Anjum S.A., Ali I., Wang L. Individual and concurrent effects of drought and chilling stresses on morpho-physiological characteristics and oxidative metabolism of maize cultivars // bioRxiv. 2019. https://doi.org/10.1101/829309
  8. Fryer M.J., Andrews J.R., Oxborough K., Blowers D.A., Baker N.R. Relationship between СO2 assimilation, photosynthetic electron transport, and active O2 metabolism in leaves maize in the field during periods of low temperature // Plant Physiol. 1998. V. 116. P. 571–580. https://doi.org/10.1104/pp.116.2.571
  9. Prasad T.K., Anderson M.C., Marti B.A., Stewar C.R. Evidence for chilling-induced oxidative stress in maize seedlings and a regulatory role for hydrogen peroxide // Plant Physiol. 1994. V. 105. P. 65–74. https://doi.org/10.1104/pp.105.2.619
  10. Yu T., Zhang J., Cao J., Cai Q., Li X., Sun Y., Li S., Li Y., Hu G., Cao S., Liu C., Wang G., Wang L. Leaf transcriptomic response mediated by cold stress in two maize inbred lines with contrasting tolerance levels // Genomics. 2021. V. 113. P. 782–794. https://doi.org/10.1016/j.ygeno.2021.01.018
  11. Burnett A.C., Kromdijk J. Can we improve the chilling tolerance of maize photosynthesis through breeding? // J. Exp. Bot. 2022. V. 73. P. 3138–3156. https://doi.org/10.1093/jxb/erac045
  12. Guo X., Liu D., Chong K. Cold signaling in plants: Insights into mechanisms and regulation // J. Integr. Plant Biol. 2018. V. 60. P. 745–756. https://doi.org/10.1111/jipb.12706
  13. Sobkowiak A., Jonczyk M., Adamczyk J., Szczepanik J., Solecka D., Kuciara I., Hetmanczyk K., Trzcinska-Danielewicz J., Grzybowski M., Skoneczny M., Fronk J., Sowiński P. Molecular foundations of chilling-tolerance of modern maize // BioMedCentral Genomics. 2016. V. 17. P. 125. https://doi.org/10.1186/s12864-016-2453-4
  14. Fracheboud Y., Haldimann P., Leipner J., Stamp P. Chlorophyll fluorescence as a selection tool for cold tolerance of photosynthesis in maize (Zea mays L.) // J. Exp. Bot. 1999. V. 50. P. 1533–1540. https://doi.org/10.1093/jxb/50.338.1533
  15. Koscielniak J., Janowiak F., Kurczyeh Z. Increase in photosynthesis of maize hybrids (Zea mays L.) at suboptimal temperature (15°C) by selection of parental lines on the basis of chlorophyll a fluorescence measurements // Photosynthetica. 2005. V. 43. P. 125–134. https://doi.org/10.1007/s11099-005-5134-0.
  16. Vetoshkina D., Pozdnyakova-Filatova I., Nadeeva E., Frolova A., Naydov I., Ivanov B., Borisova-Mubarakshina M. The increase in adaptive capacity to high illumination of barley plants colonized by rhizobacteria P. putida BS3701 // Appl. Biochem. Microbiol. 2019. V. 55. P. 173–181. https://doi.org/10.1134/S0003683819020133
  17. Malyshev R.V., Silina E.V. Luminometer: principle of operation, device, and recommendations for assembly // Instrum. Exp. Tech. 2023. V. 66 P. 476–482. https://doi.org/10.1134/s0020441223020203
  18. Heath R.L., Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts: I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation // Arch. Biochem. Biophys. 1968. V. 125. P. 189–198. https://doi.org/10.1016/0003-9861(68)90654-1
  19. Beauchamp C., Fridovich I. Superoxide dismutase: Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels // Anal. Biochem. 1971. V. 44. P. 276–287. https://doi.org/10.1016/0003-2697(71)90370-8
  20. Nakano Y., Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts // Plant Cell Physiol. 1981. V. 22. P. 867–880. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a076232
  21. Aebi H. Catalase in vitro // Meth. Enzymol. San Diego: Academic Press. 1984. V. 105. P. 121. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(84)05016-3
  22. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248–254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
  23. Goltsev V.N., Kalaji H.M., Paunov M., Baba W., Horalzek T., Mojsk, J., Kociel H., Allakverdiev S.I. Variable chlorophyll fluorescence and its use for assessing physiological condition of plant photosynthetic apparatus // Russ. J. Plant Physiol. 2016. V. 63. P. 869–893. https://doi.org/ 10.1134/S1021443716050058
  24. Foyer C.H., Noctor G. Redox homeostasis and antioxidant signaling: a metabolic interface between stress perception and physiological responses // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 1866–1875. https://doi.org/10.1105/tpc.105.033589
  25. Waititu J.K., Cai Q., Sun Y., Li C., Zhang C., Liu J., Wang H. Transcriptome profiling of maize (Zea mays L.) leaves reveals key cold-responsive genes, transcription factors, and metabolic pathways regulating cold stress tolerance at the seedling stage // Genes. 2021. V. 12. P. 1638. https://doi.org/10.3390/genes12101638
  26. Kingston-Smith A.H., Harbinson J., Foyer C.H. Acclimation of photosynthesis, H2O2 content and antioxidants in maize (Zea mays) grown at sub-optimal temperatures // Plant Cell Environ. 1999. V. 22. P. 1071–1083. https://doi.org/10.1046/j.1365-3040.1999.00469.x
  27. Ramazan S., Qazi H.A., Dar Z.A., John R. Low temperature elicits differential biochemical and antioxidant responses in maize (Zea mays) genotypes with different susceptibility to low temperature stress // Physiol. Mol. Biol. Plants. 2021. V. 27. P. 1395–1412. https://doi.org/10.1007/s12298-021-01020-3
  28. Wang T., Wu Z., Chen J., Li F., Lv G. The effects of chilling on antioxidant enzyme system and related gene expression levels in sweet corn seeds with different germination characteristics // AFF. 2024. V. 13. P. 224–234. https://doi.org/10.11648/j.aff.20241306.11
  29. Awasthi R., Bhandari K., Nayyar H. Temperature stress and redox homeostasis in agricultural crops // Front. Environ. Sci. 2015. V. 3. P. 11. https://doi.org/10.3389/fenvs.2015.00011
  30. Hussain H.A., Hussain S., Khaliq A., Ashraf U., Anjum S.A., Men S., Wang L. Chilling and drought stresses in crop plants: implications, cross talk, and potential management opportunities // Front. Plant Sci. 2018. V. 9. P. 393. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00393
  31. Радюкина Н.Л., Иванов Ю.В., Шевякова Н.И. Методы оценки содержания активных форм кислорода, низкомолекулярных антиоксидантов и активности основных антиоксидантных ферментов // Молекулярно-генетические и биохимические методы в современной биологии растений. — М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2012. 347 с.
  32. Rymen B., Fiorani F., Kartal F., Vandepoele K., Inzé D., Beemster G.T.S. Cold nights impair leaf growth and cell cycle progression in maize through transcriptional changes of cell cycle genes // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 1429–1438. https://doi.org/10.1104/pp.106.093948
  33. Erdal E., Genisel M. The property of progesterone to mitigate cold stress in maize is linked to a modulation of the mitochondrial respiratory pathway // Theor. Exp. Plant Physiol. 2016. V. 28. P. 385–393. https://doi.org/10.1007/s40626-016-0076-4
  34. Turk H., Genisel M. Melatonin-related mitochondrial respiration responses are associated with growth promotion and cold tolerance in plants // Cryobiology. 2020. V. 92. P. 76–85. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2019.11.006
  35. Ribas-Carbo M., Aroca R., Gonzàlez-Meler M.A., Irigoyen J.J., Sánchez-Díaz M. The electron partitioning between the cytochrome and alternative respiratory pathways during chilling recovery in two cultivars of maize differing in chilling sensitivity // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 199–204. https://doi.org/10.1104/pp.122.1.199
  36. Ikkonen E.N., Grabelnykh O.I., Sherudilo E.G., Shibaeva T.G. Salicylhydroxamic acid-resistant and sensitive components of respiration in chilling-sensitive plants subjected to a daily short-term temperature drop // Russ. J. Plant Physiol. 2020. V. 67. P. 60–67. https://doi.org/10.1134/S1021443719050066

补充文件

附件文件
动作
1. JATS XML
下载
2. Fig. 1. Photosynthetic indices of control (C) and experimental (E) plants after 7 nights of low-temperature exposure of experimental plants. The arithmetic mean values ​​and their standard errors are presented: Fv/Fm is the maximum photochemical efficiency of PSII (a), ФPSII is the real quantum yield of PSII (b), Pn is the net photosynthesis rate (c), qP and qN are photochemical (d) and non-photochemical (e) quenching of chlorophyll fluorescence. Different Latin letters denote statistically significant differences in the indices depending on the measurement temperature and the variant (two-factor ANOVA, Duncan's criterion, P ≤ 0.05, n = 5 for each variant at a given measurement temperature).

下载 (151KB)
索引源数据
3. Fig. 2. The ratio of respiratory tracts in the leaves of control and experimental plants of the Ural'skiy 150 maize hybrid. The arithmetic mean values ​​and their standard errors of the contribution of cytochrome (1), alternative (2) and residual respiration (3) are presented. K1, O1 and K2, O2 are plants in the control and experimental plants after three and seven night exposures at low positive temperatures, respectively. Different Latin letters indicate statistically significant differences in the parameters depending on the measurement temperature and the variant (two-factor ANOVA, Duncan's criterion, P ≤ 0.05, n = 5 for each variant at a given measurement temperature).

下载 (182KB)
索引源数据

版权所有 © Russian Academy of Sciences, 2025