Аберрантная репарация 8-оксогуанина в коротких выпетливаниях ДНК

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Присутствие повреждений в ДНК может увеличить частоту ошибок репликации ДНК и значительно повысить количество мутаций. В частности, паузы ДНК-полимераз в месте повреждения могут приводить к проскальзыванию полимеразы и образованию коротких выпетливаний длиной 1–2 нуклеотида. Репарация таких структур по неповрежденной ДНК-матрице ведет к микроделециям. Для одного из наиболее часто встречаемых окислительных повреждений ДНК, 8-оксогуанина (oxoG), показано образование микроделеций по неизвестному на данный момент механизму. В работе изучена аберрантная репарация oxoG, находящегося в одно- и двухнуклеотидных выпетливаниях, системами эксцизионной репарации оснований ДНК Escherichia coli и человека. Показано, что репарация в таких субстратах может служить механизмом фиксации микроделеций у бактерий, но не у человека.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. А. Ерошенко

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН; Новосибирский государственный университет

Email: dzharkov@niboch.nsc.ru
Россия, Новосибирск; Новосибирск

Е. А. Дятлова

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Email: dzharkov@niboch.nsc.ru
Россия, Новосибирск

В. М. Голышев

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Email: dzharkov@niboch.nsc.ru
Россия, Новосибирск

А. В. Ендуткин

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Email: dzharkov@niboch.nsc.ru
Россия, Новосибирск

Д. О. Жарков

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН; Новосибирский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: dzharkov@niboch.nsc.ru

член-корреспондент

Россия, Новосибирск; Новосибирск

Список литературы

  1. Joshua-Tor L., Frolow F., Appella E., et al. // J. Mol. Biol. 1992. V. 225. № 2. P. 397–431.
  2. Jiao Y., Stringfellow S., Yu H. // J. Biomol. Struct. Dyn. 2002. V. 19. № 5. P. 929–934.
  3. Shi X., Beauchamp K.A., Harbury P.ЙB., Herschlag D. // Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 2014. V. 111. № 15. P. E1473–E1480.
  4. Kunkel T.A., Bebenek K. // Annu. Rev. Biochem. 2000. V. 69. P. 497–529.
  5. Talhaoui I., Matkarimov B.T., Tchenio T., et al. // Free Radic. Biol. Med. 2017. V. 107. P. 266–277.
  6. Fleming A.M., Burrows C.J. // DNA Repair. 2017. V. 56. P. 75–83.
  7. Moriya M., Ou C., Bodepudi V., et al. // Mutat. Res. 1991. V. 254. № 3. P. 281–288.
  8. Markkanen E., Castrec B., Villani G., Hübscher U. // Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 2012. V. 109. № 50. P. 20401–20406.
  9. Pande P., Haraguchi K., Jiang Y.-L., et al. // Biochemistry. 2015. V. 54. № 10. P. 1859–1862.
  10. Gilboa R., Zharkov D.O., Golan G., et al. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 22. P. 19811–19816.
  11. Kuznetsov N.A., Koval V. V., Zharkov D.O., et al. // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. № 12. P. 3919–3931.
  12. Sidorenko V.S., Nevinsky G.A., Zharkov D. O. // DNA Repair. 2007. V. 6. № 3. P. 317–328.
  13. Endutkin A.V., Yudkina A.V ., Zharkov T.D., et al. // Int. J. Mol. Sci. 2022. V. 23. № 21. 13353.
  14. Tchou J., Bodepudi V., Shibutani S., et al. // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. № 21. P. 15318–15324.
  15. Zharkov D.O., Rosenquist T.A., Gerchman S.E., Grollman A. P. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 37. P. 28607–28617.
  16. Bruner S.D., Norman D.P.G., Verdine G.L. // Nature. 2000. V. 403. № 6772. P. 859–866.
  17. Fromme J.C., Verdine G.L. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 51. P. 51543–51548.
  18. Lavrukhin O.V., Lloyd R.S. // Biochemistry. 2000. V. 39. № 49. P. 15266–15271.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схема образования микроделеций при проскальзывании ДНК-полимеразы (а); схема строения использованных в работе ДНК-субстратов (б); графики зависимости начальной скорости реакции от исходной концентрации субстрата [S] для фермента Fpg (4.2 нМ) (условия реакции: 25 мМ Трис–HCl pH 7.5, 50 мМ NaCl, 1 мМ ЭДТА, 1 мМ ДТТ, 37 °C) (в); кинетические кривые расщепления субстратов ферментом OGG1 в том же буфере при [E]0 = 5 мкМ, [S]0 = 20 нМ (г) и [E]0 = 10 нМ, [S]0 = 100 нМ (д). Для субстратов X.2.1 и X.2.2 расщепления в (д) не наблюдалось. После реакции с OGG1 смеси прогревали со 100 мМ NaOH (5 мин, 95°C). Во всех случаях продукты реакции разделяли электрофорезом в 20%-ном полиакриламидном геле в присутствии 7 М мочевины и анализировали с помощью установки радиолюминесцентного сканирования Typhoon 9500 (GE Healthcare). На графиках приведены средние значения и стандартные отклонения по трем независимым экспериментам.

Скачать (209KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Репрезентативные флуоресцентные снимки после электрофоретического разделения в денатурирующем 20%-ном полиакриламидном геле продуктов реакции в реконструированной системе репарации субстратов X.0 (а), X.1 (б), X.2.1 (в) и X.2.2 (г). Условия реакции: 50 мМ Трис–HCl (pH 7.5), 10 мМ MgCl2, 10 мМ ДТТ, 1 мМ ATP, 25 мкг/мл бычьего сывороточного альбумина, 50 нМ ДНК-субстрат, 0.5 ед. акт./мкл ДНК-лигазы, 200 нМ прочие ферменты, 250 мкМ dNTP, 30 мин при 37 °C. Структуры расщепляемой цепи ДНК и интермедиатов репарации обозначены римскими цифрами: (i) исходная поврежденная цепь ДНК, (iia) продукт расщепления ферментом Fpg, (iib) продукт расщепления ферментом OGG1, (iii) продукт расщепления АП-эндонуклеазами, (iv) продукт включения одного нуклеотида ДНК-полимеразами. X – oxoG, Y – C или T, B – C, G или T, звездочка обозначает 5′-концевую флуоресцентную метку (Cy3).

Скачать (301KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024