Full Text

Противовирусная активность неомицина в отношении респираторно-синцитиального вируса у лабораторных животных

ОБОСНОВАНИЕ

Респираторные инфекции являются существенной проблемой здравоохранения, вызывая широкий спектр заболеваний со значительным уровнем заболеваемости и смертности. Несмотря на достижения в области диагностики, лечения и профилактики острых респираторных инфекций (ОРИ), имеется высокая потребность в простых и недорогих лекарственных препаратах местного действия, запускающих противовирусный врожденный иммунитет непосредственно в слизистой оболочке верхних дыхательных путей на ранних стадиях инфекции.

Экономически обоснованным подходом к поиску новых средств защиты от ОРИ является получение экспериментальных данных, дающих основание для расширения показаний к применению препаратов, которые уже широко используются в практике здравоохранения.

Неомицин, антибиотик широкого спектра действия из группы аминоглюкозидов, входит в состав зарегистрированных в РФ лекарственных препаратов для наружного применения, которые предназначены для лечения инфекционных воспалительных заболеваний слизистых оболочек, без уточнения этиологии. Антибиотики, как правило, считаются неэффективными в лечении и профилактике вирусных инфекций. Однако недавние исследования показали, что неомицин обладает противовирусным действием в отношении вируса герпеса II типа при терапевтическом применении, вируса Зика при профилактическом применении [1]. В 2024 году были опубликованы результаты доклинических исследований, показывающие снижение титра вируса гриппа А и SARS-CoV-2 в носах и лёгких животных, которым интраназально вводили неомицин [2]. Кроме того, терапия неомицином значительно снижала передачу SARS-CoV-2 здоровым животным, находящимся в контакте с инфицированными. Защитное действие неомицина и механизм действия препарата в отношении респираторно-синцитиального вируса до настоящего времени не изучены.

Механизм действия неомицина связан с модуляцией иммунного ответа организма-хозяина посредством активации интерферон-стимулируемых генов (ISGs) и привлечения в сайт инфекции антиген-презентирующих дендритных клеток и их активации по сигнальному пути TLR3-TRIF-IRF3/7 [1]. Программа согласованной транскрипционной индукции интерферон-стимулированных генов (ISGs) направлена на ограничение различных стадий жизненного цикла вирусов, и способна обеспечить надежную линию защиты от вторжения вирусов. У людей, инфицированных респираторными вирусами, неспособность вызвать своевременный и эффективный ответ ISGs ассоциируется с задержкой клиренса вируса и развитием заболевания с более тяжелым течением.

В работе проведена оценка эффективности интраназального применения неомицина в лечебно-профилактической схеме при экспериментальной РСВ инфекции у лабораторных животных и влияния неомицина на активацию экспрессии внутриклеточных сенсоров нуклеиновых кислот и ключевых интерферон-стимулируемых генов, продукты которых активируют врожденную иммунную систему организма.

ЦЕЛЬ

Целью данного исследования было изучение противовирусной активности неомицина в отношении респираторно-синцитиального вируса у мышей и морских свинок при интраназальном введении.

МЕТОДЫ

Культура клеток и заражающий вирус

В работе использовали культуру клеток Нер-2 (АТСС #CCL-23), которую культивировали в среде ДMEM с добавлением 10% фетальной бычьей сыворотки ("Биолот", Россия). Респираторно-синцитиальный вирус штамм А2 серотипа A (РСВ A2, IRR, #FR294) накапливали в клетках НЕр-2. Инфекционную активность РСВ определяли методом образования бляшек под полужидким агарозным покрытием. Окрашивание проводили моноклональными мышиными антителами 4F2 (ФГБУ «НИИ гриппа им.А.А.Смородинцева» МЗ РФ), специфичными к РСВ, и меченными пероксидазой хрена конъюгатами (Krivitskaya et al., 2016).

Животные

Мыши BALB/c, самки, весом 16-18 г, были приобретены в Институте биоорганической химии им. Шемякина–Овчинникова Российской академии наук (Питомник лабораторных животных, Пущино, Россия).  Морские свинки, самки, весом 200-250 г, были получены из федерального государственного бюджетного учреждения «Питомник лабораторных животных «Рапполово» Национального исследовательского центра «Курчатовский институт» с соответствующими ветеринарными свидетельствами. Животные содержались в стандартных условиях в соответствии с положениями Директивы 2010/63/ЕС, федеральными руководящими принципами и институциональной политикой Научно-исследовательского института гриппа им. Смородинцева. Все эксперименты с участием лабораторных животных были одобрены Комитетом по биоэтике Научно-исследовательского института гриппа им. Смородинцева, протокол № 17 от 10 июля 2025 года.

Заражение животных

Заражение мышей BALB/c и морских свинок выполняли под легкой эфирной анестезией с использованием механического дозатора. Мышам вводили интраназально 50 мкл заражающего вируса РСВ А2 в дозе 5,8lgБОЕ. Морским свинкам вводили 300 мкл вируса РСВ А2 в дозе 7,0lgБОЕ.

Введение неомицна

Неомицина сульфат ("Агрофарм", Россия) растворяли в стерильной воде в концентрации 80 мг/мл и использовали немедленно, не храня. Неомицин вводили мышам под легким эфирным наркозом в дозе 2,0 мг объеме 20 мкл. Морским свинкам вводили препарат без наркоза дозе 5,0 мг в объеме 100 мкл. В качестве контрольного вещества использовали PBS.

Определение инфекционных титров РСВ

В тканях легких мышей BALB/c и носовых смывах морских свинок определяли инфекционные титры вируса методом образования бляшек на кульутре клеток НЕр-2 под полужидким агаровым покрытием. Для этого мышей умерщвляли на указанные сроки, цельные легкие, помещали в пробирки с 1 мл PBS и гомогенизировали с помощью Tissue Lyser II (Qiagen), осветляли центрифугированием и титровали на культуре клеток. У морских свинок носовые смывы собирали в указанные сроки, промывая носовую полость 1 мл PBS, полученный смыв использовали для титрования на культуре клеток.

Оценка вирусной нагрузки методом ИФА

Уровень РСВ антигенов в гомогенатах легких мышей определяли на 1-е и 4-е сутки после заражения. Для этого на иммунологические планшеты высокой сорбции (Greiner) сорбировали РСВ-специфические антитела 11G4 (ФГБУ «НИИ гриппа им.А.А.Смородинцева» МЗ РФ), после чего в планшеты вносили гомогенаты легких мышей в разведении 1:10, связавшийся антиген выявляли биотинилированными 11G4 с последующей инкубацией с конъюгатом стрептавидина с пероксидазой хрена и проявляли с использованием ТМБ. После проявления конъюгата ОП измеряли с помощью микропланшетного спектрофотометра «Multiskan SkyHigh» («Thermo Fisher Scientific») и вычисляли как разницу ОП_450–620.

Оценка вирусной нагрузки методом ПЦР

Оценку уровня вирусной РНК в гомогенатах легких на 1-е и 4-е сутки после заражения проводили методом ОТ-ПЦР с использованием набора БиоМастер ОТ-ПЦР-РВ (Биолабмикс) а также специфических праймеров и зонда:

 (q-RSV(a/b)-F AACAGATGTAAGCAGCTCCGTTATC,

 q-RSV(a/b)-R CGATTTTTATTGGATGCTGTACATTT и

 q-RSV(a/b)-P (FAM)-TGCCATAGCATGACACAATGGCTCCT-(BHQ1)),

 добавленных в реакционную смесь до конечной концентрации 0,5 мкМ. РНК, выделенную из гомогенатов лёгких, вносили в реакционную смесь в объёме 10 мкл. ПЦР проводили с использованием амплификатора IanLong (Китай) по следующему термальному профилю: 45℃ - 60 мин, 95℃ - 5 мин, далее 40 циклов: 95℃ - 10 c, 60℃ - 10 c, 72℃ - 20 c. Детекцию проводили при температуре отжига по каналу FAM.

Гистологический анализ

Состояние легких животных после заражения РСВ оценивали по результатам гистологического анализа срезов, окрашенных гематоксилином и эозином по стандартной методике. Образцы тканей были исследованы с помощью светового микроскопа Zeiss AxioScope 2 plus при увеличении х100, х200 и х400 раз. Полуколичественный анализ проводили визуально, оценивая степень поражения ткани легких на срезе, а также поражения отдельных функциональных элементов ткани. По шкале от 0 до 5 оценивали повреждение основных морфологических структур, острое воспаление и лимфоцитарную инфильтрацию в бронхиолах, сосудах, интерстиции и альвеолах. Наличие и выраженность характерных патологических изменений ткани легких оценивали также по шкале от 0 до 5, учитывая такие показатели, как гипертрофия и гиперплазия эпителия, наличие псевдоплоскоклеточного эпителия и эпителиального некроза. Воспалительную реакцию оценивали по степени развития бронхита, бронхиолита, перибронхита, перибронхиолита, интерстициальной инфильтрации, альвеолита, васкулита и периваскулита.

Оценка экспрессии

Выделение РНК. Общая РНК из тканей легких мышей была выделена с использованием реагента ExtractRNA (Evrogen, Россия) в соответствии с инструкциями производителя. Сразу после эвтаназии образцы тканей легких помещали в пробирки с раствором для фиксации интактной РНК (Evrogen, Россия), инкубировали в течение 1 часа при комнатной температуре и хранили при температуре -20°C не более недели до извлечения РНК. Выделение РНК проводили в соответствии с инструкциями производителя, а затем анализировали концентрацию и целостность РНК с помощью спектрофотометра NanoDrop ND-1000 (NanoDrop Technologies, США). Образцы РНК хранили при температуре -80°C.

Обратная транскрипция. РНК, выделенную из тканей мыши, предварительно обрабатывали ДНКазой, не содержащей РНКазы RQ1 (Promega, США). Реакцию обратной транскрипции проводили с использованием 1 мкг РНК, 0,5 мкг праймеров oligo-dT16 (DNA synthesis, Россия) и набора RNAscribe RT (BioLabMix, Россия). Комплементарный синтез ДНК проводили при 50°C в течение 50 мин. Фермент инактивировали при 80°C в течение 5 мин. КДНК-продукты разводили (1:2) и хранили при -20°C до дальнейшего использования в ПЦР.

ПЦР-анализ. ПЦР-анализы в режиме реального времени проводили с использованием ПЦР-цикла GenTier 96E (IanLong, Китай). Мультиплексную ПЦР-анализ проводили в конечных реакционных объемах объемом 25 мкл, содержащих 12,5 мкл смеси 2x BioMaster HS-ПЦР (BioLabMix, Россия) и 5 мкл кДНК. Реакционная смесь содержала 300 нМ каждого праймера и 200 нМ зонда TaqMan (конечные концентрации). Условия проведения ПЦР составляли 95°C в течение 5 мин, за которыми следовало 40 циклов амплификации (95°C в течение 10 с, 58°C в течение 10 с и 72°C в течение 10 с). Были использованы следующие последовательности праймеров и зондов, разработанных нами ранее [3].

Значения Ct были нормализованы по отношению к нескольким генам домашнего хозяйства у мышей (среднее значение Hprt1, GAPDH, Ubc и Rplp0) или GAPDH в клетках человека, а затем сравнены с биологическим контролем (необработанные мыши или клетки) с использованием метода ΔΔCt. Кратное выражение было рассчитано в предположении удвоения эффективности (2) за цикл (кратное выражение = 2–ΔΔCt).

Статистический анализ

 Для статистического анализа использовалось программное обеспечение GraphPad Prism 9.0 (GraphPad Software, Inc., США). Данные представлены в виде среднего значения ± стандартного отклонения (SD) или стандартной ошибки среднего значения (SEM), как указано. Группы сравнивали с помощью однофакторного дисперсионного анализа с последующим применением теста множественного сравнения Тьюкиили непараметрического теста Крускала-Уоллиса, как указано в подписях к рисункам. Значение р < 0,05 считалось статистически значимым.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Противовирусная активность неомицина при интраназальном введении мышам BALB/c в ходе экспериментальной инфекции, вызванной респираторно-синцитиальным вирусом

На первом этапе мы оценили влияние интраназального введения неомицина на экспрессию внутриклеточных сенсоров нуклеиновых кислот у незараженных и зараженных мышей. Мышам линии BALB/c интраназально вводили 2,0 мг неомицина в лечебно-профилактической схеме двукратно: за 24 часа до и через 4 часа после экспериментального заражения РСВ штаммом А2. Через 1, 4 и 6 дней после последнего введения препарата у животных оценивали экспрессию в тканях легких Toll-подобных рецепторов (TLRs), расположенных на эндосомальных мембранах клеток TLR3, TLR7, TLR8, TLR9, и внутриклеточных сенсоров RIG-I и MDA5, играющих ключевую роль в индукции врожденного иммунного ответа на вирусные патогены (рис.1A).

Было показано, что интраназальное введение неомицина РСВ-инфицированным мышам приводило к увеличению экспрессии паттерн-распознающих внутриклеточных рецепторов TLR3, TLR7, TLR9, MDA5 и RigI, участвующих в активации системы врожденного иммунитета в легочной ткани. Повышение значений относительной экспрессии этих генов в группе зараженных животных, получавших неомицин, по сравнению с зараженными животными, получавшими PBS, наблюдали на 1-й день после заражения. Статистически достоверное увеличение экспрессии было показано для TLR9 и MDA5. К 4-му дню уровень экспрессии TLR3, TLR7, TLR9, MDA5 и RigI во всех экспериментальных группах снижался до базовых значений (рис.1B).

Анализ активации экспрессии основных противовирусных ISGs в тканях легких зараженных мышей, показал, что РСВ ожидаемо активировал экспрессию таких интерферон-стимулируемых генов, как Mx2, IRF7 и OAS1. Активация экспрессии носила кратковременный характер, максимальные значения экспрессии этих генов наблюдали через 1 день после заражения с последующим снижением к 4-му дню инфекции. В группе мышей, получивших неомицин, отмечали повышенный уровень относительной экспрессии интерферон-стимулируемых генов по сравнению с зараженными животными, не получавшими неомицин (рис.1С).

У зараженных животных, получавших неомицин или эквивалентный объем буферного раствора, через 1 и 4 дня после экспериментального заражения была определена вирусная нагрузка в легких методами ИФА, ПЦР и вирусовыделения (рис.1D). Было показано, что, несмотря на выраженную активацию внутриклеточных сенсоров нуклеиновых кислот и экспрессию интерферон-стимулируемых генов, неомицин при интраназальном введении не оказывал отчетливого влияния на способность РСВ реплицироваться в респираторном тракте зараженных животных. Значимого отличия в вирусной нагрузке в тканях респираторного тракта у зараженных животных, получавших и не получавших неомицин, выявлено не было (p>0,05).

Рис. 1. Противовирусная активность неомицина при интраназальном введении мышам BALB/c в ходе экспериментальной РСВ инфекции. А. Дизайн эксперимента. Мыши линии BALB/c получали интраназально неомицин, n=9 (Neo+RSV) в дозе 2,0 мг/особь в объеме 25 мкл двукратно: за 24 часа до экспериментального заражения РСВ штаммом А2 (5,5 lgБОЕ) и через 4 часа после заражения. Контрольная группа зараженных животных (RSV) получала эквивалентный объем PBS. Две группы незараженных животных получали либо неомицин (Neo), либо буферный раствор (PBS). Через 1, 4 и 6 дней после заражения у трех животных из каждой группы были собраны ткани легких для оценки экспрессии анализируемых генов. B. Экспрессия внутриклеточных сенсоров нуклеиновых кислот у мышей, получавших неомицин интраназально в лечебно-профилактической схеме. C. Экспрессия ISGs: Mx2, IRF7 и OAS1 в легких зараженных РСВ мышей, получавших интраназально неомицин. Относительная экспрессия мРНК представлена в виде средних значений для группы (столбики) и индивидуальных значений для каждого животного (точки). Для оценки статистической значимости различий в нормализованных значениях ΔCt использовали однофакторный дисперсионный анализ ANOVA, тест Тьюки для множественных сравнений. D. Оценка вирусной нагрузки в тканях легких зараженных мышей, получавших неомицин интраназально, методами вирусовыделения, ПЦР и ИФА. Столбики обозначают среднее значение показателя для группы ± стандартное отклонение, точки – индивидуальные значения показателя для каждого животного. Для оценки статистической значимости различий среднегрупповых значений использовали непараметрический тест Краскала-Уоллиса.

Противовирусная активность неомицина при интраназальном введении в защите от РСВ инфекции у морских свинок

Известно, что большинство лабораторных линий мышей являются дефектными по некоторым ISGs, продукты которых обладают прямым противовирусным действием, в том числе Мх1. Отсутствие противовирусного эффекта неомицина у мышей линии BALB/c может быть обусловлено неадекватной реакцией иммунной системы, связанной с генетическими дефектами врожденной противовирусной защиты. Поэтому на следующем этапе было изучено влияние интраназального введения неомицина на течение экспериментальной РСВ инфекции у иммунокомпетентных животных, таких как морские свинки. Для этого морским свинкам вводили неомицин трехкратно в дозе 5,0 мг за 24 часа до заражения РСВ штамм А2 и через 4 и 24 часа после заражения. У животных ежедневно оценивали массу тела и забирали носовые смывы на 1-й, 2-й, 3-й и 5-й дни после заражения (рис. 2A).

Во всех экспериментальных группах снижения массы тела зараженных животных по сравнению с интактными животными отмечено не было (рис. 2B). При этом в легких зараженных морских свинок детектировали выделение инфекционного вируса. Важно отметить, что вирусовыделение в группе животных, получавших неомицин на фоне инфекции, начиная со второго дня после заражения было ниже, чем у контрольных животных. На 3-й день уровень инфекционного РСВ в тканях легких  зараженных животных, которым вводили неомицин (средний титр для группы 10^1,9 БОЕ/мл) был ниже в 80 раз (р=0,0132), чем у животных, не получавших неомицин (средний титр для группы 10^3,1 БОЕ/мл). На 5-й день после заражения у животных, получавших неомицин, выделение инфекционного вируса не наблюдали ни у одного из четырех животных, в то время как в контрольной группе вирусная нагрузка в низких титрах была определена у 3-х из 4-х животных (рис. 2C).

На 7-й день после экспериментального заражения морских свинок были получены образцы тканей легких и выполнено гистологическое исследование с целью оценки степени выраженности патологии, обусловленной РСВ, в случае применения неомиицина и без использования препарата. У всех зараженных животных наблюдали поражения ткани легких с вовлечением в патологический процесс воздухоносного и респираторного отделов разной степени выраженности. В бронхах и бронхиолах в группе без неомицина выявляли гипертрофию и гиперплазию эпителия с участками плоскоклеточной дифференцировки. В стенке бронхов и бронхиол отмечалась клеточная воспалительная инфильтрация смешанного типа, нередко с признаками обструктивного поражения бронхиол. Вокруг бронхов и бронхиол и кровеносных сосудов была отмечена умеренная лимфоцитарная инфильтрация; в стенке кровеносных сосудов - признаки васкулита, характеризовавшиеся воспалительной инфильтрацией и пролиферацией эндотелиальных клеток.

У животных, получавших неомицин, в воздухоносном и респираторном отделах отмечали менее выраженную воспалительную инфильтрацию, сравнительно реже выявляли повреждения эпителия бронхов и бронхиол, воспалительные поражения стенок кровеносных сосудов. При оценке патологических изменений в опытной группе отмечена меньшая степень выраженности выявленных поражений (рис. 2D, Е).

 

 

Рис. 2. Влияние интраназального введения неомицина на течение РСВИ у морских свинок. А. Схема эксперимента. Морские свинки получали интраназально неомицин, n=8 (или PBS, n=8) в дозе 5,0 мг/особь в объеме 100 мкл трехкратно: за 24 часа до экспериментального заражения РСВ штаммом А2 (7,0lgБОЕ),  а также через 4 и 24 часа после заражения. Носовые смывы для определения вирусной нагрузки у экспериментальных животных собирали на 1-3-й и 5-й дни. В течение 7-ми дней у животных оценивали массу тела. B. Динамика массы тела экспериментальных животных. С. Вирусовыделение РСВ из носовых смывов экспериментальных животных. Статистический анализ выполнен с использованием двухфакторного дисперсионного анализа ANOVA, тест Шидака для множественного сравнения. D. Выраженность патологии по показателям: поражение основных морфологических структур тканей легкого, острого воспаления и инфильтрации лимфоцитов. Е. Полуколичественная оценка степени выраженности поражения легочного эпителия и воспалительной реакции в легких морских свинок, получавших неомицин на фоне экспериментального заражения РСВ, по результатам гистологического исследования.  RSV A2 – животные, зараженные РСВ, не получавшие неомицин; RSV A2 + NEO(x3) – животные, зараженные РСВ, получавшие неомицин трехкратно. Контроль – животные, получавшие DPBS, были использованы для регистрации фоновых показателей (n=2).

ОБСУЖДЕНИЕ

Эффективное сдерживание острых респираторных инфекций (ОРИ) препаратами местного действия при проведении сезонных противоэпидемических мероприятий путем усиления противовирусной защиты слизистой оболочки верхних дыхательных путей открывает возможности как для снижения бремени ОРИ, так и негативных последствий передачи вируса здоровым людям.

В проведенном исследовании была проведена оценка противовирусного потенциала неомицина - антибиотика широкого спектра действия группы аминогликозидов, в отношении экспериментальной РСВ инфекции. Мыши BALB/c и морские свинки являются релевантной моделью для изучения патогенеза и формирования противовирусного иммунитета к данному патогену [4][5][6].  При интраназальном введении неомицина в лечебно-профилактической схеме оценивали тяжесть течения заболевания, уровень вирусной репликации и степень выраженности патологических повреждений, ассоциированных с РСВИ.

Врождённая иммунная система является первой линией защиты организма от патогенов и чужеродных веществ. Паттерн-распознающие рецепторы (PRRs), такие как (NOD)-подобные рецепторы, RIG-I-подобные рецепторы (RLR) и Toll-подобные рецепторы (TLR), распознают патоген-ассоциированные молекулярные структуры (PAMPs) и запускают врождённый иммунный ответ, стимулируя выработку интерферонов. Хотя врожденные иммунные реакции могут выявлять и ограничивать РСВ-инфекцию, вирус выработал различные механизмы, позволяющие уклоняться от защитных реакций организма. Например, белок G РСВ снижает экспрессию интерферона путем регуляции экспрессии белка-супрессора цитокиновой сигнализации (SOCS) [7]. Неструктурный белок NS1 РСВ, взаимодействуя с доменом RIG-I CARD, способен снижать продукцию ISG и  усиливать репродукцию вируса [8].

В нашем исследовании на мышах было показано, что интраназальное использование неомицина на фоне экспериментальной РВСИ приводит к значительному увеличению экспрессии внутриклеточных рецепторов н.к., таких как MDA5, TLR9 и RIG1.

Сигнальный путь, опосредованный RIG-I, играет ключевую роль в запуске врождённого иммунного ответа. Активация RIG-I-MAVS приводит к секреции интерферонов I типа, которые могут индуцировать экспрессию нижестоящих противовирусных сигнальных белков, таких как ISG, включая MX, OAS, ISG15, PKR, TRIM и IP-10 [9]. Однако РСВ может различными способами подавлять сигнальный путь RIG-I-MAVS. Так, белок РСВ NS2 ингибирует взаимодействие между RIG-I и MAVS путем взаимодействия с MAVS, тем самым подавляя противовирусные сигналы. Также было доказано, что белки NS РСВ вызывают деградацию факторов, индуцирующих интерферон, таких как RIG-I, IRF, TBB и STAT [10]. Наши результаты свидетельствуют о том, что неомицин дополнительно увеличивает активацию RIG-I-MAVS, и вызывает повышение уровня экспрессии противовирусных факторов OAS1, Mх2 и IRF7. Данные ISG играют важную роль в борьбе с РСВ и снижают вирус-ассоциированные воспалительные реакции, обуславливающие тяжесть заболевания. Известно, что белки OAS обладают противовирусными свойствами в отношении различных вирусов, включая SARS-CoV-2, African swine fever virus, вирус гепатита В и вирус репродуктивно-респираторного синдрома свиней [11] и способствуют развитию врожденных противовирусных реакций [12]. Для факторов IRF7 и Mx2 также показана важная роль в формировании противовирусного иммунитета, за счет усиления выработки интерферонов I типа, а генетические дефекты этих генов могут обуславливать тяжелое течение вирусной инфекции [13].

Однако, несмотря на усиление экспрессии ISGs у мышей, снижения вирусной репликации в респираторном тракте показано не было. Известно, что большинство линий лабораторных мышей являются дефектными по системе ИФН сигналинга. В частности, у большинства линий лабораторных мышей, в том числе BALB/c, отсутствует полноценная система противовирусной защиты, поскольку они являются носителями дефектных аллелей гена Mx1. В связи с этим для оценки противовирусного эффекта неомицина на уровень вирусовыделения и степени выраженности патологического процесса в тканях респираторного тракта мы использовали морских свинок, которые являются восприимчивыми к РСВ, имеют функциональный ген Mx1 - важный противовирусный эффектор интерферонов I типа,  и подходят для изучения интерферон-зависимых реакций на инфекцию [14]. На модели морских свинок нами было показано, что интраназальное использование неомицина на ранних стадиях инфекции приводило к снижению уровня репликации вируса и уменьшало выраженность патологических изменений в тканях респираторного тракта.

В целом полученные данные свидетельствуют о потенциальных противовирусных свойствах неомицина в отношении РСВ инфекции, реализация которых связана с активацией врожденного иммунного ответа на ранних стадиях инфекции.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Полученные результаты демонстрируют противовирусный потенциал неомицина в отношении респираторно-синцитиального вируса. Интраназальное применение неомицина в лечебно-профилактической схеме приводило к усилению экспрессии внутриклеточных сенсоров нуклеиновых кислот и ключевых интерферон-стимулируемых генов, активируя врожденную иммунную систему организма экспериментальных животных.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Вклад авторов.

Е.А. Романовская-Романько — подготовка и проведение экспериментов, обработка и анализ данных, визуализация, написание и редактирование текста рукописи; М.А. Плотникова — подготовка и проведение экспериментов, обработка и анализ данных, визуализация, написание текста рукописи; А.А. Пулькина — проведение экспериментов, обработка и анализ данных; А.А. Мужикян — проведение экспериментов, обработка и анализ данных; В.А. Олейник — проведение экспериментов; М.А. Стукова — концептуализация, общее руководство проектом, привлечение финансирования, рецензирование и редактирование текста рукописи, окончательное утверждение версии для публикации. Все авторы одобрили рукопись (версию для публикации), а также согласились нести ответственность за все аспекты работы, гарантируя надлежащее рассмотрение и решение вопросов, связанных с точностью и добросовестностью любой ее части.

Источники финансирования. Работа выполнена в рамках государственного задания Министерства здравоохранения Российской Федерации (тема рег. № НИОКТР в ЕГИСУ НИОКТР 125040704919-6).

Раскрытие интересов. Авторы заявляют об отсутствии отношений, деятельности и интересов за последние три года, связанных с третьими лицами (коммерческими и некоммерческими), интересы которых могут быть затронуты содержанием статьи.

Оригинальность. При создании настоящей работы авторы не использовали ранее опубликованные сведения (текст, иллюстрации, данные).

Доступ к данным. Редакционная политика в отношении совместного использования данных к настоящей работе не применима, новые данные не собирали и не создавали.

Генеративный искусственный интеллект. При создании настоящей статьи технологии генеративного искусственного интеллекта не использовали.

Рассмотрение и рецензирование. Настоящая работа подана в журнал в инициативном порядке и рассмотрена по обычной процедуре. В рецензировании участвовал один внешний рецензент и один член редакционного совета.

About the authors

Ekaterina Romanovskaya-Romanko

Smorodintsev Research Institute of Influenza

Email: romromka@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-7560-398X
SPIN-code: 1012-8043
Scopus Author ID: 37089342800
ResearcherId: J-1022-2018

кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, лаборатория векторных вакцин

Russian Federation, 197022 St. Petersburg st. prof. Popova 15/17

Marina Plotnikova

Smorodintsev Research Institute of Influenza

Email: biomalinka@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-8196-3156
SPIN-code: 2986-9850
Scopus Author ID: 42462224500
ResearcherId: H-7580-2017

кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, лаборатория векторных вакцин

Russian Federation, 197022 St. Petersburg st. prof. Popova 15/17

Anastasija Pulkina

Smorodintsev Research Institute of Influenza

Email: pureshka@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-8609-8093
SPIN-code: 1077-9160
Scopus Author ID: 57194200433
ResearcherId: I-9940-2018

кандидат биологических наук, научный сотрудник, лаборатория векторных вакцин

Russian Federation, 197022 St. Petersburg st. prof. Popova 15/17

Arman Muzhikyan

Smorodintsev Research Institute of Influenza

Email: vetdiagnostics.spb@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-7093-0014
SPIN-code: 6177-6467
Scopus Author ID: 57193453861
ResearcherId: Z-1438-2018

кандидат ветеринарных наук, ведущий научный сотрудник, лаборатория векторных вакцин

Russian Federation, 197022 St. Petersburg st. prof. Popova 15/17

Veronika Oleynik

Smorodintsev Research Institute of Influenza

Author for correspondence.
Email: working.lyutik@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-3987-8817
SPIN-code: 1299-6388
Scopus Author ID: 59165360600

лаборант-исследователь, лаборатория иммунобиологических технологий

Russian Federation, 197022 St. Petersburg st. prof. Popova 15/17

Marina Stukova

Smorodintsev Research Institute of Influenza

Email: marina.stukova@influenza.spb.ru
ORCID iD: 0000-0002-2127-3820
SPIN-code: 5748-9310
Scopus Author ID: 6506509523
ResearcherId: S-4001-2016

кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник, лаборатория векторных вакцин

Russian Federation, 197022 St. Petersburg st. prof. Popova 15/17

References

Supplementary files