Влияние общего охлаждения на формирование адаптивных реакций в зависимости от фонового уровня лимфоцитов с маркерами ранней активации

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Проведено изучение особенностей формирования адаптивных реакций в ответ на кратковременное общее охлаждение у практически здоровых лиц в зависимости от фонового уровня лимфоцитов с маркерами ранней активации. Показано, что повышенный фоновый уровень активированных лимфоцитов с рецепторами к IL-2 и трансферрину ассоциируется с активацией гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой оси, в то время как более низкий уровень – с симпатико-адреналово-медуллярной осью. Вне зависимости от уровня активации лимфоцитов у обследованных регистрируются схожие гемодинамические реакции, связанные с сохранением теплового гомеостаза и активацией механизмов термогенеза. Низкое содержание лимфоцитов с маркерами ранней активации повышает риск хронизации инфекционных процессов у людей, проживающих на Севере, за счет более высокого фонового уровня общего воспаления (C-реактивного белка, внеклеточной АТФ и LCR), без повышения фагоцитарной и секреторной активности нейтрофилов, а также с нарастанием тканевой гипоксии после холодового воздействия.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. П. Патракеева

Федеральный исследовательский центр комплексного изучения Арктики им. акад. Н.П. Лаверова

Автор, ответственный за переписку.
Email: patrakeewa.veronika@yandex.ru

Институт физиологии природных адаптаций

Россия, Никольский пр., д. 20, г. Архангельск, 163020

Е. В. Контиевская

Федеральный исследовательский центр комплексного изучения Арктики им. акад. Н.П. Лаверова

Email: patrakeewa.veronika@yandex.ru

Институт физиологии природных адаптаций

Россия, Никольский пр., д. 20, г. Архангельск, 163020

Список литературы

  1. Bergsland C. H., Jeanmougin M., Moosavi S. H., Svindland A., Bruun J., Nesbakken A., Sveen A., Ragnhild A. Spatial analysis and CD25-expression identify regulatory T cells as predictors of a poor prognosis in colorectal cancer // Lothe Modern Pathology. 2022. V. 35. № 9. P. 1236–1246.
  2. Bi B. Y., Lefebvre A. M., Dus D., Spik G., Mazurier J. Effect of lactoferrin on proliferation and differentiation of the Jurkat human lymphoblastic T cell line // Archivum Immunologiae et Therapiae Experimentalis. 1997. V. 45. P. 315–320.
  3. Blankenhaus B., Braza F., Martins R. Ferritin regulates organismal energy balance and thermogenesis // Molecular Metabolism. 2019. V. 24. P. 64–79. doi: 10.1016/j.molmet.2019.03.008
  4. Chen X., Guo W., Diao Z., Huang H., Liu W. Lymphocyte-to-C reactive protein ratio as novel inflammatory marker for predicting outcomes in hemodialysis patients: a multicenter observational study // Frontiers in Immunology. 2023. Vol. 14. P. 1101222. doi: 10.3389/fimmu.2023.1101222
  5. Dillmann E., Johnson D. G., Martin J., Mackler B., Finch C. Catecholamine elevation in iron deficiency // American Journal of Physiology. 1979. V. 237. P. R297–R300. doi: 10.1152/ajpregu.1979.237.5.R297
  6. Dobrodeeva L. K., Samodova A. V., Balashova S. N., Pashinskaya K. O. Intercellular interactions in peripheral venous blood in practically healthy residents of high // BioMed Research International. 2021. V. 2021. 11 p. doi: 10.1155/2021/7086108.
  7. Duthille I. D., Masson M., Damiens E. Lactoferrin upregulates the expression of CD4-antigen through the stimulation of the mitogen-activated protein kinase in the human lymphoblastic T Jurkat cell line // Journal of cellular biochemistry. 2000. V. 79. № 4. P. 583–593.
  8. Feng P., Yang Q., Luo L., Sun Y., Lv W., Wan S. The kinase PDK1 regulates regulatory T cell survival via controlling redox homeostasis // Theranostics. 2021. V. 11. № 19. P. 9503–18. doi: 10.7150/thno.63992
  9. Ferreira R. C., Simons H. Z., Thompson W. S., Rainbow D. B., Yang X., Cutler A. J., Oliveira J., Dopico X. C., Smyth D. J., Savinykh N., Mashar M., Vyse T. J., Dunger D. B., Baxendale H., Chandra A., Wallace C., Todd J.A, Wicker L. S., Pekalski M. L. Cells with Treg-specific FOXP3 demethylation but low CD25 are prevalent in autoimmunity // Journal of Autoimmunity. 2017. V. 84. P. 75–86. https://doi.org/10.1016/j.jaut.2017.07.009.
  10. He L., Xie X., Xue J., Zhang Z. Sex-specific differences in the effect of lymphocyte-to-C-reactive protein ratio on subclinical myocardial injury in the general population free from cardiovascular disease // Nutrition, metabolism, and cardiovascular diseases: NMCD. 2023. V. 33. № 12. P. 2389–2397. doi: 10.1016/j.numecd.2023.07.035
  11. Hwang S. A., Kruzel M. L., Actor J. K. Recombinant human lactoferrin modulates human PBMC derived macrophage responses to BCG and LPS // Tuberculosis. 2016. V. 101. P. S53–S62 https://doi.org/10.1016/j.tube.2016.09.011
  12. Jabara H. H., Boyden S. E., Chou J., Ramesh N., Massaad M. J., Benson H. A missense mutation in TFRC, encoding transferrin receptor 1, causes combined immunodeficiency // Nat Genet. 2016. V. 48. № 1. P. 74–8. doi: 10.1038/ng.3465
  13. Jang Y. S., Yang S. W., Kim T. G. Lactoferrin-derived chimeric peptide (LFch) strongly boosts TGFβ1-mediated inducible Treg differentiation possibly through downregulating TCR/CD28 signalling // Immunology. 2023. V. 168. № 1. P. 110–119. doi: 10.1111/imm.13566
  14. Jiang L., Chen H.-Y., He C.-H., Xu H.-B., Zhou Z.-R., Wu M.-S., Fodjo E. K., He Y., Hafez M. E., Qian R.-C., Li D.-W. Dual-Modal Apoptosis Assay Enabling Dynamic Visualization of ATP and Reactive Oxygen Species in Living Cells // Anal Chem. 2023. Vol. 95. № 6. P. 3507–3515. doi: 10.1021/acs.analchem.2c05671
  15. Kawabata H. Transferrin and transferrin receptors update // Free Radical Biology and Medicine. 2019. Vol. 133. P. 46–54. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2018.06.037
  16. Knobloch J., Casjens S., Lehnert M., Yanik S. D., Körber S., Lotz A. Exposure to welding fumes suppresses the activity of T-Helper Cells // Environ Res. 2020. V. 189. P. 109913. doi: 10.1016/j.envres.2020.109913
  17. Kobayashi D., Umemoto E., Miyasaka M. The role of extracellular ATP in homeostatic immune cell migration // Current Opinion in Pharmacology. 2023. V. 68. P. 102331. doi: 10.1016/j.coph.2022.102331
  18. Korta P., Pocheć E., Mazur-Biały A. Irisin as a multifunctional protein: implications for health and certain diseases // Medicina. 2019. V. 55. № 8. P. 485. doi: 10.3390/medicina55080485
  19. Kowalczyk P., Kaczyńska K, Kleczkowska P., Bukowska-Ośko I., Kramkowski K., Sulejczak D. The Lactoferrin Phenomenon – A Miracle Molecule // Molecules. 2022. V. 27. № 9. 2941. doi: 10.3390/molecules27092941
  20. Kunisada Y., Eikawa S., Tomonobu N., Domae S., Uehara T., Hori S., Furusawa Y., Hase K., Sasaki A. Heiichiro udono attenuation of CD4+ CD25+ regulatory T cells in the tumor microenvironment by metformin, a type 2 diabetes drug // EBioMedicine. 2017. V. 25. P. 154–164. https://doi.org/10.1016/j.ebiom.2017.10.009
  21. Liu S., Cui F., Ning K., Wang Z., Fu P., Wang D., Xu H. Role of irisin in physiology and pathology // Front Endocrinol (Lausanne). 2022. V. 13. № 962968. doi: 10.3389/fendo.2022.962968
  22. Luo J., Zhou C., Wang S., Tao S., Liao Y., Shi Z., Tang Z., Wu Y., Liu Y., Yang P. Cortisol synergizing with endoplasmic reticulum stress induces regulatory T-cell dysfunction // Immunology. 2023. V. 170. № 3. P. 334–343. doi: 10.1111/imm.13669.
  23. Marques C. R., Fiuza B. S.D., da Silva T. M., Carneiro T. C.B., Costa R. S., de Assis Silva M. F., Viana W. L.L., Carneiro V. L., Alcantara-Neves N.M., Barreto M. L., Figueiredo C. A. Impact of FOXP3 gene polymorphisms and gene-environment interactions in asthma and atopy in a Brazilian population // Gene. 2022. Vol. 838. № 146706. doi: 10.1016/j.gene.2022.146706
  24. Mazurier J., Legrand D., Hu W. L., Montreuil J., Spik G. Expression of human lactotransferrin receptors in phytohemagglutinin-stimulated human peripheral bloodlymphocytes. Isolation of the receptors by antiligand-affinity chromatography // European Journal of Biochemistry. 1989. V. 179. P. 481– 487. doi: 10.1111/j.1432-1033.1989.tb14578.x
  25. McCormick J.A., Markey G. M., Morris T. C., Auld P. W., Alexander H. D. Lactoferrin inducible monocyte cytotoxicity defective in esterase deficient monocytes // British journal of haematology. 1991. V. 77. № 3. P. 287–290. doi: 10.1111/j.1365-2141.1991.tb08572.x
  26. Mocellin M., de Azeredo Leitão L. A., de Araújo P. D., Jones M. H., Stein R. T., Pitrez P. M., de Souza A. P.D., Pinto L. A. Association between interleukin-10 polymorphisms and CD4+CD25+FOXP3+T cells in asthmatic children // Jornal de Pediatria. 2021. Vol. 97. № 5. P. 546–551. doi: 10.1016/j.jped.2020.11.008
  27. Moriyama Y., Hiasa M., Sakamoto S., Omote H., Nomura M. Vesicular nucleotide transporter (VNUT): appearance of an actress on the stage of purinergic signaling // Purinergic signalling. 2017. V. 13. № 3. P. 387–404. doi: 10.1007/s11302-017-9568-1
  28. Nogueira J. S., Gomes T. R., Secco D. A., de Almeida I. S., da Costa A. S.M.F., Cobas R. A., Costa Dos Santos G. Jr., Gomes M. B., Porto L. C. Type 1 Diabetes Brazilian patients exhibit reduced frequency of recent thymic emigrants in regulatory CD4+CD25+Foxp3+T cells // Immunology Letters. 2024. Vol. 267. № 106857. doi: 10.1016/j.imlet.2024.106857
  29. Nguyen T. K.T., Niaz Z., Kruzel M. L., Actor J. K. Recombinant Human Lactoferrin Reduces Inflammation and Increases Fluoroquinolone Penetration to Primary Granulomas during Mycobacterial Infection of C57Bl/6 // Arch Immunol Ther Exp (Warsz). 2023. V. 70. № 1. 9. doi: 10.1007/s00005-022-00648-7
  30. Qian F., Zhou W., Liu Y., Ge Z., Lai J., Zhao Z., Feng Y., Lin L., Shen Y., Zhang Z., Zhang W., Fan T., Zhao Y., Chen Z. High C-reactive protein to lymphocyte ratio predicts mortality outcomes of patients with severe fever suffering from thrombocytopenia syndrome: a multi-centre study in China // Journal of Medical Virology. 2023. V. 95. № 2. e28546. doi: 10.1002/jmv.28546
  31. Sawada K., Echigo N., Juge N., Miyaji T., Otsuka M., Omote H., Yamamoto A., Moriyama Y. Identification of a vesicular nucleotide transporter // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2008. V. 105. P. 5683–5686. doi: 10.1073/pnas.0800141105
  32. Vanoaica L., Richman L., Jaworski M., Darshan D., Luther S. A., Kühn L. C. Conditional deletion of ferritin h in mice reduces B and T lymphocyte populations // PloS One. 2014. V. 9. № 2. P. e89270. doi: 10.1371/journal.pone.0089270
  33. Vuillaume L. A., Lefebvre F., Benhamed A., Schnee A., Hoffmann M., Falcao F. G., Haber N., Sabah J., Lavoignet C. E., Borgne P. L. Lymphocyte-to-C-Reactive protein (LCR) ratio is not accurate to predict severity and mortality in patients with COVID-19 admitted to the ED // International Journal of Molecular Sciences. 2023. V. 24. № 6. P. 5996. doi: 10.3390/ijms24065996.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Пример цитофлюорограммы при оценке уровня лимфоцитов с маркерами CD25+ и CD71+ (первый кластер)

Скачать (22KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Пример цитофлюорограммы при оценке уровня лимфоцитов с маркерами CD25+ и CD71+ (второй кластер)

Скачать (24KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Концентрация катехоламинов и кортизола в группах в зависимости от уровня активированных клеток, * – p < 0.05, *** – p < 0.01

Скачать (28KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Содержание лимфоцитов с признаками апоптоза и некротизированных клеток в группах в зависимости от уровня активированных клеток, ** – p < 0.01

Скачать (22KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Содержание ферритина, лактоферрина и трансферрина в группах в зависимости от уровня активированных клеток, ** – p < 0.01

Скачать (26KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Изменение артериального давления в группах в зависимости от уровня активированных клеток, ** – p < 0.01

Скачать (26KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Уровни лейкоцитов в периферической крови до и после общего охлаждения, ** – p < 0.01, достоверность различия внутри групп

Скачать (24KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Концентрации железосодержащих белков до и после общего охлаждения, ** – p < 0.01, достоверность различий внутри групп.

Скачать (44KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025