Совершенствование методики укоренения Cattleya gaskelliana (N.E.Br.) B.S. Williams (Orchidaceae juss.) в условиях in vitro

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Представленная статья посвящена оптимизации одного из этапов микроклонального размножения укоренения регенерантов Cattleya gaskelliana и выявлению особенностей анатомического строения корней при различных условиях культивирования in vitro. В ходе исследования установлено, что полутвердая питательная среда ½ MS, содержащая 50.0 г/л бананового пюре и 1.0 мг/л ИУК, положительно влияла на рост и развитие корневой системы регенерантов C. gaskelliana. Определена гистологическая дифференциация корней C. gaskelliana in vitro, образованных на питательных средах с различным содержанием агар-агара. При культивировании на полутвердой питательной среде корни имели более развитой диаметр и центральный цилиндр. Для получения максимальной приживаемости (100%) рекомендуется использовать сфагновый мох и субстрат из коры, перлита и торфа в соотношении 1: 1: 1.

Ключевые слова

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Мусаб Хуссиен

Главный ботанический сад им. Н.В. Цицина РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: muthab.hussien95@gmail.com
Россия, Ботаническая ул., 4, Москва, 127276

О. И. Молканова

Главный ботанический сад им. Н.В. Цицина РАН

Email: muthab.hussien95@gmail.com
Россия, Ботаническая ул., 4, Москва, 127276

Е. Е. Орлова

ФГБОУ ВО РГАУ – МСХА имени К.А. Тимирязева

Email: muthab.hussien95@gmail.com
Россия, Тимирязевская ул., 49, Москва, 127550

В. А. Коваль

Главный ботанический сад им. Н.В. Цицина РАН

Email: muthab.hussien95@gmail.com
Россия, Ботаническая ул., 4, Москва, 127276

Список литературы

  1. Acemi A. Growth enhancing effects of banana homogenate on a glucomannan-rich orchid species: Serapias vomeracea (Burm.f.) Briq // J. fur Kult. 2020. V. 72. P. 243–249. https://doi.org/10.5073/JfK.2020.06.05
  2. AlKhateeb A.A., Alturki S. M.A comparison of liquid and semi-solid cultures on shoot multiplication and rooting of three date palm cultivars (Phoenix dactylifera L.) in vitro // Adv. Env. Biol. 2014. V.8. P. 263269.‏
  3. Chadwick A. A., Chadwick A. E. The classic Cattleyas // Univ. Press Fla. 2021. P. 260.
  4. Chimungu J. G., Brown K. M., Lynch J. P. Reduced root cortical cell file number improves drought tolerance in maize // Plant Physiol. 2014. V. 166. P. 1943–1955. https://doi.org/10.1104/pp.114.249037
  5. Da Silva J. A.T., Hossain M. M., Sharma M., Dobránszki J., Cardoso J. C., Songjun Z. E. N. G. Acclimatization of in vitro-derived Dendrobium // Hortic. Plant J. 2017. V. 3. P. 110–124. https://doi.org/10.1016/j.hpj.2017.07.009
  6. De L. Good agricultural practices of Cattleya orchids // SABUJEEMA Int. Multidiscip. e-Mag. 2022. V. 2. P. 5–10.
  7. Dewir Y. H., El-Mahrouk M.E., Murthy H. N., Paek K. Y. Micropropagation of Cattleya: Improved in vitro rooting and acclimatization // Hortic. Environ. Biote. 2015. V. 56. P. 89–93.‏ https://doi.org/10.1007/s13580-015-0108-z
  8. Hussien M., Molkanova O., Mitrofanova I. V. Micropropagation of Trichopilia suavis Lindl. & Paxton // Ornam. Hortic. 2023. V. 29. P. 365–374.‏ https://doi.org/10.1590/2447-536X.v29i3.2653
  9. Kim S. H., Zebro M., Jang D. C., Sim J. E., Park H. K., Kim K. Y., Park S. M. Optimization of plant growth regulators for in vitro mass propagation of a Disease-Free “Shine Muscat” Grapevine cultivar // Curr. Issues. Mol. Biol. 2023. V. 45. P. 7721–7733.‏ https://doi.org/10.3390/cimb45100487
  10. Kong Q., Yuan S. Y., Végvári G. Y. Micropropagation of an orchid Dendrobium strongylanthum Rchb. // Int. J. Hortic. Sci. 2007. V. 13. P. 61–64.‏ https://doi.org/10.31421/IJHS/13/1/696
  11. Lana L. G., Silva A. F.D.M., Buss A., Oliveira D. C.D., Moreira A. S. F. P. Early development of epiphytic roots: perspectives based on the composition of the velamen cell wall // Acta Bot. Bras. 2021. V. 34. P. 633–644. https://doi.org/10.1590/0102-33062020abb0140
  12. Menezes E. L., Giordani S. C.O., Mendes J. C.R. Cattleya mireileiana, a new species of Orchidaceae (Laeliinae) from the Southern Espinhaço Complex, Minas Gerais State, Brazil // Phytotaxa. 2022.‏ V. 541. P. 270–276. https://doi.org/10.11646/phytotaxa.541.3.6
  13. Menezes-Sá T.S.A., Costa A. S.D., Arrigoni-Blank M.D.F., Blank A. F., Moura G. M.S., Soares C. A. In vitro propagation and conservation of Cattleya tigrina A. Rich // Cienc. Rural. 2021.V. 52. P. 1–11. https://doi.org/10.1590/0103-8478cr20200517
  14. Mondal T., Banerjee N. Micropropagation and in vitro conservation of threatened orchids: a brief review // CIBTech J Biotech. 2017. V. 6. P. 1–12.
  15. Murashige T., Skoog F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bio Assays with Tobacco Tissue Cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473–497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
  16. Mustika N. D., Semiarti E. In vitro culture of Dendrobium lineale Rolfe orchid for plant breeding and propagation // In IOP Conference Series: Environ. Earth Sci. 2021. V. 913. P. 012066 IOP Publishing.‏ doi: 10.1088/1755-1315/913/1/012066
  17. Nongdam P., Beleski D. G., Tikendra L., Dey A., Varte V., El Merzougui S., Vendrame W. A. Orchid Micropropagation Using Conventional Semi-Solid and Temporary Immersion Systems: A Review // Plants. 2023. V. 12. P. 1136.‏ https://doi.org/10.3390/plants12051136
  18. Pupulin F. A new form of Cattleya dowiana and the taxonomy of its color variations // Orchids. 2015. ‏V. 84. P. 46–54.
  19. Putri V. A., Sugiyono S., Prayoga L., Prasetyo R., Hilary S. The Application of Two Steps Culture in Agarwood, Aquilaria malaccensis, In Vitro Culture Improves Microshoots Induction and Development // Phys. Scr. 2022. V. 9. P. 1–5. doi: 10.20884/1.sb.2022.9.1.1373
  20. Rai P., Bhutia K., Moktan S. Comparative study on root anatomy of six species of Himalayan Dendrobium Swartz // Flora. 2024. V. 310. P. 152424. https://doi.org/10.1016/j.flora.2023.152424
  21. Rodrigues A. C., Oliveira F. M.C., Kedrovski H. R., Cruz R. Within the roots of Pleurothallidinae (Orchidaceae): An evolutionary analysis // Flora. 2021. V. 282. P. 151883. https://doi.org/10.1016/j.flora.2021.151883
  22. Salazar S. K., Arcia-barreto M. M. Ríos en la cuenca Caribe oriental y drenajes a los golfos de Cariaco y Paria // Douglas Rodríguez Olarte. 2020. P. 13.
  23. Sanford W. W., Adanlawo I. Velamen and exodermis characters of West African epiphytic orchids in relation to taxonomic grouping and habitat tolerance // Bot. J. Linn. Soc. 1973. V. 66. P. 307–321.‏ https://doi.org/10.1111/j.1095-8339.1973.tb02178.x
  24. Saravia-Castillo G., Tapia y Figueroa L., Borjas-Ventura R. Auxins and Cytokinins elicit a differentiated response in the formation of shoots and roots in Cattleya maxima Lindl and Phalaenopsis amabilis (L) Blume // Sci. Agropecu. 2022. V. 13. P. 63–69. http://dx.doi.org/10.17268/sci.agropecu.2022.006
  25. Savangikar V. A. Low-cost options for tissue culture technology in developing countries // Proceedings of a Technical Meeting organized by the Joint FAO/IAEA Division of Nuclear Techniques in Food and Agriculture. 2004. P. 11–15.
  26. Shukla M. R., Piunno K., Saxena P. K., Jones A. M.P. Improved in vitro rooting in liquid culture using a two-piece scaffold system // Eng. Life Sci. 2020. V. 20. P. 126–132.‏ https://doi.org/10.1002/elsc.201900133
  27. Tung H. T., Luan V. Q., Nhut D. T. Some techniques in micropropagation and breeding of Paphiopedilum spp // Vietnam J. Sci. Technol. 2020. V. 58. P. 393–401.‏ https://doi.org/10.15625/2525-2518/58/4/14779
  28. Utami E. S.W., Hariyanto S. Organic compounds: contents and their role in improving seed germination and protocorm development in orchids // Int. J. Agron. 2020. V. 2. P. 1–12. https://doi.org/10.1155/2020/2795108
  29. Xu H., Wang S., Tang L., Wang Y., Li Z., Wang W. Differential influence of cortex and stele components on root tip diameter in different types of tropical climbing plants // Front. Plant Sci. 2022. V. 13. P. 961214. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.961214
  30. Xu J., Beleski D. G., Vendrame W. A. Effects of culture methods and plant growth regulators on in vitro propagation of Brassavola nodosa (L.) Lindl. Hybrid // In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2022. V. 58. P. 931–941. https://doi.org/10.1007/s11627-022-10276-7
  31. Yeung E. C., Park J., Harry I. S. Orchid Seed Germination and Micropropagation I: Background Information and Related Protocols. Orchid Propagation: From Laboratories to Greenhouses – Methods and Protocols // New York, Springer Protocols Handbooks. 2018. P. 101–125. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-7771-0_5

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Влияние консистенции питательных сред, типа ауксинов и их концентрации: твердая среда: а – 1.0 мг/л ИМК; б – 2.0 мг/л ИМК; в – 1.0 мг/л ИУК; г – 2.0 мг/л ИУК; полутвердая среда: д – 1.0 мг/л ИМК; е – 2.0 мг/л ИМК; ё –1.0 мг/л ИУК; ж – 2.0 мг/л. ИУК на развитие C. gaskilliana после 90 суток культивирования, красные стрелки: адвентивные побеги (масштаб – 1 см).

Скачать (68KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Влияние консистенции питательных сред, типа ауксинов и их концентрации на морфометрические показатели C. gaskilliana на этапе укоренения.

Скачать (72KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Влияние консистенции питательных сред, типа ауксинов и их концентрации на число адвентивных побегов C. gaskilliana на этапе укоренения.

Скачать (28KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Анатомия корней C. gaskelliana на разных питательных средах: а – твердая среда, б – полутвердая среда. Ве – веламен, Экз – экзодерма, Прх – паренхима, Энд – эндодерма, Фл – флоэма, Кс – ксилема (масштаб – 100 мкм).

Скачать (105KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Саженцы C. gaskelliana после 70 дней адаптации ex vitro.

Скачать (18KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025