Первые данные об антибактериальной активности цестод

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Представлены первые результаты, подтверждающие наличие веществ с антибактериальной активностью в тканях и секретируемых продуктах цестод Eubothrium rugosum и Triaenophorus nodulosus, обитающих в кишечнике рыб. Интенсивность роста тест-штаммов бактерий Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Shigella sonnei, Salmonella enteritidis, Micrococcus luteus, Pseudomonas aeruginosa в жидкой среде достоверно снижалась при добавлении среды инкубации или экстрактов из тканей цестод. Выявлено разнонаправленное влияние среды инкубации, фракции тегумента цестод и экстракта тканей на рост тест-культур бактерий, а также особенности эффектов исследуемых фракций на бактерии разных таксонов. Бактерии Shigella sonnei демонстрировали наибольшую степень подавления роста в результате антибактериального действия среды инкубации и экстракта тегумента Eubothrium rugosum и Triaenophorus nodulosus.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Г. И. Извекова

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: izvekova@ibiw.ru
Россия, пос. Борок, Некоузский р-н, Ярославская обл.

Е. С. Филончикова

Уральское отделение Российской академии наук

Email: izvekova@ibiw.ru

Институт клеточного и внутриклеточного симбиоза

Россия, Оренбург

Т. В. Фролова

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук

Email: izvekova@ibiw.ru
Россия, пос. Борок, Некоузский р-н, Ярославская обл.

А. О. Плотников

Уральское отделение Российской академии наук

Email: izvekova@ibiw.ru

Институт клеточного и внутриклеточного симбиоза

Россия, Оренбург

Список литературы

  1. Герасимов Ю.В., Соломатин Ю.И, Базаров М.И. и др. 2024. Влияние потепления климата на популяционные показатели рыб водоемов Верхней Волги // Биология внутр. вод. № 4. С. 587. https://doi.org/10.31857/S0320965224040074
  2. Извекова Г.И. 2022. Паразитарные инвазии и кишечная микробиота: аспекты взаимоотношений (обзор) // Изв. РАН. Сер. биол. № 4. С. 401. https://doi.org/10.31857/S1026347022040072
  3. Извекова Г.И., Немцева Н.В., Плотников А.О. 2008. Таксономическая характеристика и физиологические свойства микроорганизмов из кишечника щуки (Esox lucius) // Изв. РАН. Сер. биол. № 6. С. 688.
  4. Плотников А.О., Корнева Ж.В., Извекова Г.И. 2010. Морфо-физиологическая характеристика бактерий, населяющих слизистую кишечника щуки (Esox lucius L.) // Биология внутр. вод № 2. С. 77.
  5. Соколова Т.С., Федорова О.С., Салтыкова И.В. и др. 2019. Взаимодействие гельминтов и микробиоты кишечника: значение в развитии и профилактике хронических неинфекционных заболеваний // Бюл. сибирской медицины. Т. 18. № 3. С. 214.
  6. Ashour D.S., Othman A.A. 2020. Parasite–bacteria interrelationship // Parasitol. Res. V. 119. P. 3145. https://doi.org/10.1007/s00436-020-06804-2
  7. Bruno R., Maresca M., Canaan S. et al. 2019. Worms’ antimicrobial peptides // Mar. Drugs. 17A. № 512. P. 2. https://doi.org/10.3390/md17090512
  8. Da Costa J.P., Cova M., Ferreira R., Vitorino R. 2015. Antimicrobial peptides: An alternative for innovative medicines? // Appl. Microbiol. Biotechnol. V. 99. P. 2023. https://doi.org/10.1007/s00253-015-6375-x
  9. Dalton J.P., Skelly P., Halton D.W. 2004. Role of the tegument and gut in nutrient uptake by parasitic platyhelminths // Can. J. Zool. V. 82. № 2. P. 221. https://doi.org/10.1139/z03-213
  10. Dezfuli B.S., Bosi G., DePasquale J.A. et al. 2016. Fish innate immunity against intestinal helminthes // Fish and Shellfish Immunol. V. 50. P. 274. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2016.02.002
  11. Giacomin P., Agha Z., Loukas A. 2016. Helminths and intestinal flora team up to improve gut health // Trends in Parasitol. V. 32. P. 664. https://doi.org/10.1016/j.pt.2016.05.006
  12. Izvekova G.I., Frolova T.V., Izvekov E.I. et al. 2021. Localization of the proteinase inhibitor activity in the fish cestode Eubothrium rugosum // J. Fish Diseases. V. 44. P. 1951. https://doi.org/10.1111/jfd.13508.IF 2.767
  13. Kashinskaya E.N., Simonov E.P., Poddubnaya L.G. et al. 2023. Trophic diversification and parasitic invasion as ecological niche modulators for gut microbiota of whitefish // Front. Microbiol. V. 14. P. 1090899. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1090899
  14. Kreisinger J., Bastien G., Hauffe H.C. et al. 2015. Interactions between multiple helminthes and the gut microbiota in wild rodents // Phil. Trans. R. Soc. B. V. 370. P. 20140295. https://doi.org/10.1098/rstb.2014.0295
  15. Loke P., Lim Y.A.L. 2015. Helminths and the microbiota: parts of the hygiene hypothesis // Parasite Immunol. V. 37. P. 314. https://doi.org/10.1111/pim.12193
  16. Midha A., Janek K., Niewienda A. et al. 2018. The intestinal roundworm Ascaris suum releases antimicrobial factors which interfere with bacterial growth and biofilm formation // Front. Cell. Infect. Microbiol. V. 8. A. P. 271. https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00271
  17. Rausch S., Midha A., Kuhring M. et al. 2018. Parasitic nematodes exert antimicrobial activity and benefit from microbiota-driven support for host immune regulation // Front. Immunol. V. 9. P. 2282. https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.02282
  18. Rowland I., Gibson G., Heinken A. et al. 2018 Gut microbiota functions: metabolism of nutrients and other food components // Eur. J. Nutr. V. 57. P. 1. https://doi.org/10.1007/s00394-017-1445-8
  19. Tassanakajon A., Somboonwiwat K., Amparyup P. 2015. Sequence diversity and evolution of antimicrobial peptides in invertebrates // Devel. and Comp. Immunol. V. 48. P. 324. https://doi.org/10.1016/j.dci.2014.05.020
  20. Zaiss M.M., Harris N.L. 2016. Interactions between the intestinal microbiome and helminth parasites // Parasite Immunol. V. 38. P. 5. https://doi.org/10.1111/pim.12274

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Плотность в жидкой среде тест-культур бактерий Shigella sonnei (а), Staphylococcus aureus (б) и Pseudomonas aeruginosa (в) при инкубации с различными фракциями цестоды Eubothrium rugosum. I – контроль; II – среда инкубации цестод; III – фракция тегумента; IV – экстракт червя.

Скачать (201KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Плотность в жидкой среде тест-культур бактерий Shigella sonnei (а), Pseudomonas aeruginosa (б), Micrococcus luteus (в) и Escherichia сoli (г) при инкубации с различными фракциями цестоды Triaenophorus nodulosus. I – контроль; II – среда инкубации цестод; III – фракция тегумента; IV – экстракт червя.

Скачать (284KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025